ATAC-seq（Assay for Transposase-Accessible Chromatin with high throughput sequencing）是美國Stanford大學的William Greenleaf教授在2013年所研發的一種全新方法，利用DNA轉座酶結合高通量測序技術，來研究染色體的可進入性。ATAC-seq是一種創新的表觀遺傳學研究技術，該技術通過轉座酶對某種特定時空下開放的核染色質區域進行切割，進而獲得在該特定時空下基因組中所有活躍轉錄的調控序列。與其他技術（例如研究相似染色質特征的FAIRE-Seq或DNase-Seq）相比，ATAC-Seq的主要優勢在于該測定所需的細胞數量更少，并且其兩步法操作相對簡單。

      轉座子優先并入一般沒有核小體（無核小體區域）或暴露DNA段的基因組區域。因此，基因組中某些基因座序列的富集表明該區域不存在核小體，處于DNA結合蛋白等核機器能進入的松散暴露狀態，提供有關染色質區段轉錄活躍狀態的信息。

       ATAC-seq實驗的測序部分通常將產生數百萬次可以成功比對到參考基因組的高通量測序reads。每條reads指向在實驗期間發生的一次切割事件在基因組上的位置。然后對所比對到基因組上的reads進行計數，并創建具有堿基對分辨率的信號峰值（peak）。在實驗過程中DNA可接近的基因組區域（染色質開放區域）含有更多的測序reads（因為這是轉座酶優先作用于這些位置）。這些開放位點區域可以進一步分為各種調節元件類型：啟動子，增強子，絕緣子等。通過進一步的信息整合，如峰與轉錄起始位點的距離，產生處于開放區域作用下的基因列表；或計算開放區域內的高傾向結合某種特定蛋白的堿基序列（motif），得到活躍基因的上游調控因子，提供全基因組轉錄因子發生的信息。

    ATAC-seq技術可以進行樣本之間差異的染色質開放位點的比較，通常并不單獨使用。作為檢測表觀遺傳-染色質開放狀態現象的方式，與樣本基因表達譜緊密相連，從靶標基因的表觀狀態關聯到表達水平，具有強大的數據挖掘作用。此外，通過關聯基因組、外顯子，染色質免疫共沉淀（組蛋白修飾或轉錄因子結合）測序信息，形成：表觀調控-基因組-基因表達的完整調控鏈。

      ATAC-Seq服務涵蓋實驗中的所有步驟，包括膜通透，添加帶有接頭的轉座酶，在開放基因組位置通過轉座酶插入接頭，文庫擴增，Illumina平臺上的NGS以及生物信息學分析。我們簡要概述了ATAC-Seq實驗步驟，該步驟可分為兩個主要部分：細胞制備和轉座。

     細胞制備

     第一步需要收獲細胞。由于用于ATAC-Seq分析的細胞數量對于轉座反應和生成的DNA片段的大小分布至關重要，因此對細胞進行計數非常重要。此外，細胞應完好無損，并且是均勻的單細胞懸浮液。收獲后，用非離子型去污劑裂解細胞以產生純細胞核。

     轉座反應

     然后將所得的染色質片段化，并同時使用Tn5轉座酶進行測序接頭標記，以生成ATAC-Seq文庫。純化后，可使用barcode引物通過PCR擴增文庫。所得文庫隨后通過qPCR或NGS進行分析。

     其他ATAC-Seq注意事項

     使用正確的細胞數量用于轉座是很重要的。一般建議使用25,000-75,000個細胞。使用太少或太多的細胞會導致消化過度或消化不足，這會降低文庫的質量。此外，細胞的固定和劇烈的機械剪切趨于降低數據質量。

     生物信息學數據分析由我們內部的生物信息學專家團隊進行。標準的生物信息學分析包括：

•      序列分析：將測序讀段比對到基因組，并刪除重復的reads。

•      峰發現：使用MACS 2.1.0，將雙端測序中的兩個reads用于peak calling。

•      片段密度的確定：為了鑒定基因組的轉座事件的密度，將基因組分為32 bp的條帶，并確定每個條帶中的片段數。為此，將reads擴展到200 bp以使數據平滑。通過隨機采樣對所有樣本的比對reads數進行歸一化，以使每一個樣本包含所有樣本中比對reads數最少樣本相同數目的reads。

•     活動區域分析：為了比較兩個或多個樣本之間的峰，將重疊的峰分組為“活動區域”，這是由最上游峰的起始坐標和最下游峰的終止坐標定義的專有度量。